Equipamiento Sanitario - Pautas De Desinfección Y Esterilización - Biblioteca De Pautas - Control De Infección

2023 Autor: Stephanie Arnold | [email protected]. Última modificación: 2023-08-03 12:45

• Preocupaciones sobre la implementación del esquema Spaulding
• Reprocesamiento de endoscopios
• Laparoscopios y Artroscopios
• Tonómetros, anillos de ajuste de diafragma cervical, instrumentos crioquirúrgicos y sondas endocavitarias
• Instrumentos dentales
• Desinfección de dispositivos contaminados con HBV, HCV, VIH o TB
• Desinfección en la Unidad de Hemodiálisis
• Inactivación de Clostridium difficile
• Estándar de patógenos transmitidos por la sangre de OSHA
• Patógenos emergentes
• Inactivación de agentes bioterroristas
• Preocupaciones toxicológicas, ambientales y laborales
• Desinfección en atención ambulatoria, atención domiciliaria y en el hogar
• Susceptibilidad de las bacterias resistentes a los antibióticos a los desinfectantes
• Desinfección de superficie
• Desinfección del aire
• Contaminación microbiana de desinfectantes

Preocupaciones sobre la implementación del esquema Spaulding

Un problema con la implementación del esquema antes mencionado es la simplificación excesiva. Por ejemplo, el esquema no considera problemas con el reprocesamiento de equipos médicos complicados que a menudo son sensibles al calor o problemas para inactivar ciertos tipos de agentes infecciosos (por ejemplo, priones, como el agente de la enfermedad de Creutzfeldt-Jakob [CJD]). Por lo tanto, en algunas situaciones, elegir un método de desinfección sigue siendo difícil, incluso después de considerar las categorías de riesgo para los pacientes. Esto es particularmente cierto para algunos dispositivos médicos (p. Ej., Artroscopios, laparoscopios) en la categoría crítica debido a la controversia sobre si deben esterilizarse o desinfectarse a alto nivel. ^{28, 86} Los telescopios termoestables (p. Ej., Muchos telescopios rígidos) deben esterilizarse con vapor. Algunos de estos artículos no pueden esterilizarse con vapor porque son sensibles al calor; Además, la esterilización con óxido de etileno (EtO) puede llevar demasiado tiempo para el uso rutinario entre pacientes (las nuevas tecnologías, como el plasma de gas peróxido de hidrógeno y el reprocesador de ácido peracético, proporcionan tiempos de ciclo más rápidos). Sin embargo, falta evidencia de que la esterilización de estos artículos mejore la atención al paciente al reducir el riesgo de infección. ^{29, 87-91} Muchos modelos más nuevos de estos instrumentos pueden resistir la esterilización con vapor, que para artículos críticos es el método preferido.

Otro problema con la implementación del esquema Spaulding es el procesamiento de un instrumento en la categoría semicrítica (p. Ej., Endoscopio) que se usaría junto con un instrumento crítico que contacta los tejidos estériles del cuerpo. Por ejemplo, ¿un endoscopio utilizado para la investigación del tracto gastrointestinal superior sigue siendo un elemento semicrítico cuando se usa con pinzas de biopsia estériles o en un paciente que está sangrando mucho por las várices esofágicas? Siempre que se logre una desinfección de alto nivel y se hayan eliminado del endoscopio todos los microorganismos, excepto las esporas bacterianas, el dispositivo no debe representar un riesgo de infección y debe permanecer en la categoría semicrítica. ^92-94 No se ha informado infección con bacterias formadoras de esporas en endoscopios desinfectados de alto nivel.

Un problema adicional con la implementación del sistema Spaulding es que el tiempo de contacto óptimo para la desinfección de alto nivel no se ha definido o varía entre las organizaciones profesionales, lo que resulta en diferentes estrategias para desinfectar diferentes tipos de elementos semicríticos (por ejemplo, endoscopios, tonómetros de aplanamiento, endocavitarios). transductores, instrumentos crioquirúrgicos y anillos de ajuste de diafragma). Hasta que se identifiquen alternativas más simples y efectivas para la desinfección del dispositivo en entornos clínicos, sería prudente seguir otras pautas de los CDC ^{1, 22, 95, 96} e instrucciones aprobadas por la FDA para los esterilizantes químicos líquidos / desinfectantes de alto nivel.

Parte superior de la página

Reprocesamiento de endoscopios

Los médicos usan endoscopios para diagnosticar y tratar numerosos trastornos médicos. Si bien los endoscopios representan una valiosa herramienta diagnóstica y terapéutica en la medicina moderna y la incidencia de infección asociada con su uso, según los informes, es muy baja (aproximadamente 1 de cada 1, 8 millones de procedimientos), ⁹⁷ brotes más relacionados con la atención médica se han relacionado con endoscopios contaminados que con cualquier otro otro dispositivo médico ^{6-8, 12, 98} Para evitar la propagación de infecciones asociadas a la atención de la salud, todos los endoscopios sensibles al calor (p. Ej., Endoscopios gastrointestinales, broncoscopios, nasofaringoscopios) deben limpiarse adecuadamente y, como mínimo, someterse a una desinfección de alto nivel después de cada uso Se puede esperar que la desinfección de alto nivel destruya todos los microorganismos, aunque cuando hay un gran número de esporas bacterianas, pueden sobrevivir algunas esporas.

Debido a los tipos de cavidades corporales en las que ingresan, los endoscopios flexibles adquieren altos niveles de contaminación microbiana (carga biológica) durante cada uso. ⁹⁹ Por ejemplo, la carga biológica que se encuentra en los endoscopios gastrointestinales flexibles después de su uso ha variado de 10 ⁵ unidades formadoras de colonias (UFC) / ml a 10 ¹⁰ UFC / ml, con los niveles más altos encontrados en los canales de succión. ^99-102 La carga promedio en los broncoscopios antes de la limpieza fue de 6.4 × 10 ⁴ UFC / mL. La limpieza reduce el nivel de contaminación microbiana en 4–6 log ₁₀. ^{83, 103} Utilizando endoscopios contaminados con inmunovirus humano (VIH), varios investigadores han demostrado que la limpieza elimina por completo la contaminación microbiana en los ámbitos. ^{104, 105} De manera similar, otros investigadores descubrieron que la esterilización con EtO o el remojo en glutaraldehído al 2% durante 20 minutos fue efectiva solo cuando el dispositivo se limpió por primera vez adecuadamente. ¹⁰⁶

La FDA mantiene una lista de esterilizantes químicos líquidos limpiados y desinfectantes de alto nivel que pueden usarse para reprocesar dispositivos médicos sensibles al calor, como endoscopios flexibles [Este enlace ya no está activo: https://www.fda.gov/cdrh/ oda / germlab.html. La versión actual de este documento puede diferir de la versión original: esterilizantes y desinfectantes de alto nivel aprobados por la FDA con reclamos generales para el procesamiento de dispositivos médicos y dentales reutilizables - marzo de 2015 icono externo]. En este momento, las formulaciones aprobadas y comercializadas por la FDA incluyen: ≥2.4% de glutaraldehído, 0.55% de orto-ftalaldehído (OPA), 0.95% de glutaraldehído con 1.64% de fenol / fenato, 7.35% de peróxido de hidrógeno con 0.23% de ácido peracético, 1.0% de hidrógeno peróxido con ácido peracético al 0.08% y peróxido de hidrógeno al 7.5%. ⁸⁵ Estos productos tienen una excelente actividad antimicrobiana; sin embargo, algunos productos químicos oxidantes (por ejemplo, peróxido de hidrógeno al 7, 5% y peróxido de hidrógeno al 1, 0% con ácido peracético al 0, 08% [este último producto ya no se comercializa]) habrían causado daños cosméticos y funcionales a los endoscopios. ⁶⁹ Los usuarios deben consultar con los fabricantes de dispositivos para obtener información sobre la compatibilidad germicida con su dispositivo. Si el germicida está aprobado por la FDA, entonces es seguro cuando se usa de acuerdo con las instrucciones de la etiqueta; sin embargo, los profesionales deben revisar la literatura científica para obtener datos recientemente disponibles sobre seguridad humana o compatibilidad de materiales. La esterilización con EtO de endoscopios flexibles es infrecuente porque requiere un largo tiempo de procesamiento y aireación (por ejemplo, 12 horas) y es un peligro potencial para el personal y los pacientes. Los dos productos más utilizados para el reprocesamiento de endoscopios en los Estados Unidos son el glutaraldehído y un proceso automatizado de esterilización química líquida que utiliza ácido peracético. ¹⁰⁷ La Sociedad Americana de Endoscopia Gastrointestinal (ASGE) recomienda soluciones de glutaraldehído que no contienen tensioactivos porque los residuos jabonosos de los tensioactivos son difíciles de eliminar durante el enjuague. ¹⁰⁸ orto-ftalaldehído ha comenzado a reemplazar al glutaraldehído en muchos centros de salud porque tiene varias ventajas potenciales sobre el glutaraldehído: no se sabe que irrita los ojos y las fosas nasales, no requiere activación o monitoreo de exposición, y tiene un máximo de 12 minutos de desinfección de alto nivel en los Estados Unidos. ^{69 Los} desinfectantes que no están aprobados por la FDA y no deben usarse para reprocesar endoscopios incluyen yodóforos, soluciones de cloro, alcoholes, compuestos de amonio cuaternario y fenólicos. Es posible que estas soluciones aún se usen fuera de los Estados Unidos, pero su uso debe desaconsejarse debido a la falta de eficacia comprobada contra todos los microorganismos o incompatibilidad de materiales.

La aprobación de la FDA de las condiciones de contacto enumeradas en el etiquetado de germicidas se basa en los resultados de las pruebas del fabricante [Este enlace ya no está activo: https://www.fda.gov/cdrh/ode/germlab.html. La versión actual de este documento puede diferir de la versión original: esterilizantes y desinfectantes de alto nivel aprobados por la FDA con reclamos generales para el procesamiento de dispositivos médicos y dentales reutilizables - marzo de 2015 icono externo]. Los fabricantes prueban el producto en las peores condiciones para la formulación de germicidas (es decir, la concentración mínima recomendada del ingrediente activo) e incluyen suelo orgánico. Por lo general, los fabricantes usan suero al 5% como suelo orgánico y agua dura como ejemplos de desafíos orgánicos e inorgánicos. El suelo representa la carga orgánica a la que está expuesto el dispositivo durante el uso real y que permanecería en el dispositivo en ausencia de limpieza. Este método asegura que las condiciones de contacto eliminen por completo la prueba de micobacterias (p. Ej., 10 ⁵ a 10 ⁶ micobacterias tuberculosis en suelo orgánico y se secan en un endoscopio) si se inocula en las áreas más difíciles para que el desinfectante penetre y entre en contacto en ausencia de limpieza y por lo tanto proporciona un margen de seguridad. ¹⁰⁹ Para el 2, 4% de glutaraldehído que requiere una inmersión de 45 minutos a 25 ^º C para lograr una desinfección de alto nivel (es decir, 100% de destrucción de M. tuberculosis). La FDA misma no realiza pruebas, sino que se basa únicamente en los datos del fabricante del desinfectante. Los datos sugieren que los niveles de M. tuberculosis pueden reducirse en al menos 8 log ₁₀ con limpieza (4 log ₁₀) ^{83, 101, 102, 110}, seguido de desinfección química durante 20 minutos a 20 ° C (4 a 6 log ₁₀). ^{83, 93, 111, 112} Sobre la base de estos datos, APIC, ¹¹³, la Sociedad de Enfermeras y Asociados de Gastroenterología (SGNA) ^{38, 114, 115}, el ASGE ¹⁰⁸, el Colegio Americano de Médicos de Tórax ¹² y una sociedad múltiple la directriz ¹¹⁶ recomienda condiciones de contacto alternativas con glutaraldehído al 2% para lograr una desinfección de alto nivel (por ejemplo, que el equipo se sumerja en glutaraldehído al 2% a 20 ° C durante al menos 20 minutos para una desinfección de alto nivel). Las regulaciones federales deben seguir la declaración de la etiqueta aprobada por la FDA para desinfectantes de alto nivel. Las etiquetas aprobadas por la FDA para la desinfección de alto nivel con> 2% de glutaraldehído a 25 ° C varían de 20 a 90 minutos, dependiendo del producto basado en pruebas de tres niveles que incluyen pruebas esporicidas AOAC, pruebas de uso simulado con micobacterias y en uso pruebas. Los estudios que respaldan la eficacia de> 2% de glutaraldehído durante 20 minutos a 20ºC suponen una limpieza adecuada antes de la desinfección, mientras que la declaración de la etiqueta aprobada por la FDA incorpora un margen adicional de seguridad para acomodar posibles fallas en las prácticas de limpieza. Las instalaciones que han optado por aplicar la duración de 20 minutos a 20ºC lo han hecho en base a la recomendación de IA en el documento de posición de SHEA de julio de 2003, "Guía de múltiples sociedades para el reprocesamiento de endoscopios gastrointestinales flexibles". ^{19, 57, 83, 94, 108, 111, 116-121}

Reprocesamiento de endoscopio GI flexible [junio de 2011]

Actualización: Directriz multisociedad sobre reprocesamiento de endoscopios gastrointestinales flexibles: icono pdf 2011 [PDF - 547KB] icono externo

Los endoscopios flexibles son particularmente difíciles de desinfectar ¹²² y fáciles de dañar debido a su intrincado diseño y materiales delicados. ^{123 La} limpieza meticulosa debe preceder a cualquier esterilización o desinfección de alto nivel de estos instrumentos. Si no se realiza una buena limpieza, se pueden producir fallas en la esterilización o desinfección, y pueden producirse brotes de infección. Varios estudios han demostrado la importancia de la limpieza en estudios experimentales con el virus de la hepatitis B de pato (VHB) ^{106, 124}, VIH ¹²⁵ y Helicobacter pylori. ¹²⁶

Un examen de las infecciones asociadas a la atención médica relacionadas solo con endoscopios hasta julio de 1992 encontró 281 infecciones transmitidas por endoscopia gastrointestinal y 96 transmitidas por broncoscopia. El espectro clínico varió desde la colonización asintomática hasta la muerte. Las especies de Salmonella y Pseudomonas aeruginosa se identificaron repetidamente como agentes causantes de infecciones transmitidas por endoscopia gastrointestinal, y M. tuberculosis, micobacterias atípicas y P. aeruginosa fueron las causas más comunes de infecciones transmitidas por broncoscopia. ^{12 Las} principales razones para la transmisión fueron la limpieza inadecuada, la selección inadecuada de un agente desinfectante y el incumplimiento de los procedimientos recomendados de limpieza y desinfección ^{6, 8, 37, 98} y fallas en el diseño del endoscopio ^{127, 128} o reprocesadores automáticos de endoscopio. ^{7, 98 El} incumplimiento de las pautas establecidas ha seguido resultando en infecciones asociadas con endoscopios gastrointestinales ⁸ y broncoscopios. ^{7, 12 Los} posibles problemas relacionados con los dispositivos deben informarse al Centro de Dispositivos y Salud Radiológica de la FDA. Una investigación de varios estados encontró que el 23.9% de los cultivos bacterianos de los canales internos de 71 endoscopios gastrointestinales crecieron ³100, 000 colonias de bacterias después de completar todos los procedimientos de desinfección y esterilización (nueve de 25 instalaciones estaban usando un producto que ha sido retirado del mercado [seis instalaciones que usan fenato de glutaraldehído 1:16], no está aprobado por la FDA como desinfectante de alto nivel [un yodóforo] o ningún agente desinfectante) y antes de su uso en el siguiente paciente. ¹²⁹ La incidencia de infecciones por procedimientos postendoscópicos por un endoscopio procesado incorrectamente no se ha evaluado rigurosamente.

Los reprocesadores de endoscopio automáticos (AER) ofrecen varias ventajas sobre el reprocesamiento manual: automatizan y estandarizan varios pasos importantes de reprocesamiento ^130-132, reducen la probabilidad de que se omita un paso de reprocesamiento esencial y reducen la exposición del personal a desinfectantes de alto nivel o esterilizantes químicos. El fracaso de los AER se ha relacionado con brotes de infecciones ¹³³ o colonización ^{7, 134}, y el sistema de filtración de agua AER podría no ser capaz de proporcionar de manera confiable agua de enjuague "estéril" o libre de bacterias. ^{135, 136 El} establecimiento de conectores correctos entre el AER y el dispositivo es fundamental para garantizar el flujo completo de desinfectantes y agua de enjuague. ^{7, 137} Además, algunos endoscopios, como los duodenoscopios (p. Ej., Colangiopancreatografía retrógrada endoscópica [CPRE]) contienen características (p. Ej., Canal de cable de ascensor) que requieren una presión de descarga que no se alcanza con la mayoría de los AER y debe reprocesarse manualmente usando una jeringa de 2 a 5 ml, hasta que estén disponibles nuevos duodenoscopios equipados con un canal elevador más amplio que los AER puedan reprocesar de manera confiable. ^{132 Los} brotes que involucran partes extraíbles del endoscopio ^{138, 139}, como válvulas de succión y accesorios endoscópicos diseñados para ser insertados a través de endoscopios flexibles, como pinzas de biopsia, enfatizan la importancia de la limpieza para eliminar toda materia extraña antes de la desinfección o esterilización de alto nivel. ¹⁴⁰ Algunos tipos de válvulas ahora están disponibles como productos desechables de un solo uso (por ejemplo, válvulas de broncoscopio) o productos esterilizables con vapor (por ejemplo, válvulas de endoscopio gastrointestinal).

Los AER necesitan un mayor desarrollo y rediseño ^{7, 141}, al igual que los endoscopios, ^{123, 142} para que no representen una fuente potencial de agentes infecciosos. Los endoscopios que emplean componentes desechables (por ejemplo, dispositivos de barrera protectora o vainas) pueden proporcionar una alternativa a la desinfección / esterilización de alto nivel químico líquido convencional. ^{143, 144} Otra nueva tecnología es una cámara en una cápsula que se puede tragar y que viaja a través del tracto digestivo y transmite imágenes en color del intestino delgado a un receptor que se usa fuera del cuerpo. Esta cápsula actualmente no reemplaza las colonoscopias.

Las recomendaciones publicadas para limpiar y desinfectar el equipo endoscópico deben seguirse estrictamente. ^{12, 38, 108, 113-116, 145-148} Desafortunadamente, las auditorías han demostrado que el personal no se adhiere consistentemente a las pautas sobre el reprocesamiento ^149-151 y los brotes de infección continúan ocurriendo. ^152-154 Para garantizar que el personal de reprocesamiento esté debidamente capacitado, cada persona que reprocese instrumentos endoscópicos debe recibir pruebas de competencia iniciales y anuales. ^{38, 155}

En general, la desinfección o esterilización del endoscopio con un esterilizante químico líquido implica cinco pasos después de la prueba de fugas:

1. Limpieza: limpie mecánicamente las superficies internas y externas, incluido el cepillado de los canales internos y el lavado de cada canal interno con agua y un detergente o limpiadores enzimáticos (se recomienda realizar pruebas de fugas para endoscopios antes de la inmersión).
2. Desinfectar: sumerja el endoscopio en desinfectante de alto nivel (o esterilizante químico) y perfúndelo (elimina las bolsas de aire y asegura el contacto del germicida con los canales internos) desinfectante en todos los canales accesibles, como el canal de succión / biopsia y el canal de aire / agua y exponer por un tiempo recomendado para productos específicos.
3. Enjuague: enjuague el endoscopio y todos los canales con agua estéril, agua filtrada (comúnmente utilizada con AER) o agua del grifo (es decir, agua potable de alta calidad que cumpla con los estándares federales de agua limpia en el punto de uso).
4. Seco: enjuague el tubo de inserción y los canales internos con alcohol y séquelo con aire forzado después de la desinfección y antes del almacenamiento.
5. Almacenar: guarde el endoscopio de manera que evite la recontaminación y promueva el secado (p. Ej., Colgado verticalmente).

Secar el endoscopio (pasos 3 y 4) es esencial para reducir en gran medida la posibilidad de que el endoscopio vuelva a contaminarse por microorganismos que pueden estar presentes en el agua de enjuague. ^{116, 156} Un estudio demostró que los endoscopios reprocesados (es decir, el canal de aire / agua, el canal de succión / biopsia) generalmente eran negativos (100% después de 24 horas; 90% después de 7 días [1 UFC de Staphylococcus coagulasa negativo en un canal]) para el crecimiento bacteriano cuando se almacena colgando verticalmente en un gabinete ventilado. ¹⁵⁷ Otros investigadores encontraron que todos los endoscopios estaban libres de bacterias inmediatamente después de la desinfección de alto nivel, y solo cuatro de 135 alcances fueron positivos durante la evaluación posterior de 5 días (bacterias de la piel cultivadas de las superficies del endoscopio). Todas las muestras de lavado permanecieron estériles. ¹⁵⁸ Debido a que el agua del grifo puede contener bajos niveles de microorganismos ¹⁵⁹, algunos investigadores han sugerido que solo se use agua estéril (que puede ser prohibitivamente costosa) ¹⁶⁰ o agua filtrada con AER. La sugerencia de usar solo agua estéril o agua filtrada no es consistente con las pautas publicadas que permiten el agua del grifo con un enjuague con alcohol y secado forzado al aire ^{38, 108, 113} o la literatura científica. ^{39, 93} Además, no se ha encontrado evidencia de transmisión de enfermedades cuando un enjuague con agua del grifo es seguido por un enjuague con alcohol y secado por aire forzado. Los AER producen agua filtrada al pasar a través de un filtro bacteriano (por ejemplo, 0.2 m). El agua de enjuague filtrada se identificó como una fuente de contaminación bacteriana en un estudio que cultivó los canales accesorios y de succión de los endoscopios y las cámaras internas de los AER durante 1996–2001 e informó que el 8, 7% de las muestras recolectadas durante 1996–1998 tuvieron crecimiento bacteriano, con 54 % son especies de Pseudomonas. Después de que se introdujo un sistema de lavado con agua caliente de la tubería (60 ^º C durante 60 minutos diarios), la frecuencia de los cultivos positivos se redujo a aproximadamente 2% con un aislamiento poco frecuente de> 10 UFC / ml. ¹⁶¹ Además de los pasos de reprocesamiento del endoscopio, se debe desarrollar un protocolo que asegure que el usuario sepa si un endoscopio se ha limpiado y desinfectado adecuadamente (por ejemplo, usando una habitación o gabinete solo para endoscopios procesados) o no se ha reprocesado. Cuando los usuarios dejan endoscopios en carros móviles, puede surgir confusión sobre si el endoscopio ha sido procesado. Aunque una de las pautas recomendadas para los endoscopios (p. Ej., Duodenoscopios) debe reprocesarse inmediatamente antes de su uso, otras ¹⁴⁷ pautas no requieren esta actividad ^{38, 108, 115} y, excepto la Asociación de Enfermeras Registradas perioperatorias (AORN), las organizaciones profesionales no recomiendan que se reprocese repetido siempre que el procesamiento original se realice correctamente. Como parte de un programa de garantía de calidad, el personal del centro de salud puede considerar cultivos de vigilancia bacteriana aleatorios de endoscopios procesados para garantizar una desinfección o esterilización de alto nivel. ^{7, 162-164 Los} endoscopios reprocesados deben estar libres de patógenos microbianos, excepto por un pequeño número de microbios relativamente avirulentos que representan contaminación ambiental exógena (p. Ej., Staphylococcus coagulasa negativo, especies de Bacillus, difteroides). Aunque existen recomendaciones para que el agua de enjuague final utilizada durante el reprocesamiento del endoscopio se cultive microbiológicamente al menos mensualmente ¹⁶⁵, no se ha establecido un estándar microbiológico y no se ha demostrado el valor de los cultivos de endoscopio de rutina. ¹⁶⁶ Además, ni el cultivo de rutina de los endoscopios reprocesados ni el agua de enjuague final se han validado correlacionando los recuentos viables de un endoscopio con la infección después de un procedimiento endoscópico. Si se cultivaran endoscopios reprocesados, el muestreo del endoscopio evaluaría la calidad del agua y otros pasos importantes (por ejemplo, efectividad desinfectante, tiempo de exposición, limpieza) en el procedimiento de reprocesamiento. Se han descrito varios métodos para tomar muestras de endoscopios y agua. ^{23, 157, 161, 163, 167, 168} También se han evaluado enfoques novedosos (p. Ej., Detección de trifosfato de adenosina [ATP]) para evaluar la efectividad de la limpieza del endoscopio ^{169, 170} o el reprocesamiento del endoscopio ¹⁷¹, pero no se ha establecido ningún método como Un estándar para evaluar el resultado del reprocesamiento del endoscopio.

El estuche de transporte utilizado para transportar endoscopios limpios y reprocesados fuera del entorno de atención médica no debe usarse para almacenar un endoscopio o para transportar el instrumento dentro del centro de atención médica. Nunca se debe colocar un endoscopio contaminado en el estuche de transporte porque el estuche también puede contaminarse. Cuando se retira el endoscopio del estuche, se vuelve a procesar correctamente y se vuelve a colocar en el estuche, el estuche podría volver a contaminar el endoscopio. Se debe desechar un estuche contaminado (Olympus America, junio de 2002, comunicación escrita).

Los profesionales de control de infecciones deben asegurarse de que las políticas institucionales sean consistentes con las pautas nacionales y realizar rondas de control de infecciones periódicamente (por ejemplo, al menos una vez al año) en áreas donde los endoscopios se reprocesan para garantizar el cumplimiento de las políticas. Las infracciones en la política deben documentarse y se deben tomar medidas correctivas. En incidentes en los que los endoscopios no estuvieron expuestos a un proceso de desinfección de alto nivel, los pacientes expuestos a endoscopios potencialmente contaminados han sido evaluados para la posible adquisición de VIH, VHB y virus de la hepatitis C (VHC). Se ha descrito un método de 14 pasos para manejar un incidente de falla asociado con la desinfección o esterilización de alto nivel [Rutala WA, 2006 # 12512]. La posible transmisión de sangre y otros agentes infecciosos destaca la importancia del control riguroso de la infección. ^{172, 173}

Parte superior de la página

Laparoscopios y Artroscopios

Aunque la desinfección de alto nivel parece ser el estándar mínimo para procesar laparoscopios y artroscopios entre los pacientes ^{28, 86, 174, 175}, esta práctica continúa siendo debatida. ^{89, 90, 176} Sin embargo, ninguna de las partes en el debate de desinfección de alto nivel versus esterilización tiene datos suficientes sobre los cuales basar sus conclusiones. Los defensores de la desinfección de alto nivel se refieren a encuestas de membresía ²⁹ o experiencias institucionales ^{87 que} involucran más de 117, 000 y 10, 000 procedimientos laparoscópicos, respectivamente, que citan un bajo riesgo de infección (<0.3%) cuando la desinfección de alto nivel se usa para equipos laparoscópicos ginecológicos. Solo una infección en la encuesta de membresía estaba vinculada a las esporas. Además, se ha documentado el crecimiento de microorganismos comunes de la piel (por ejemplo, Staphylococcus epidermidis, difteroides) desde el área umbilical incluso después de la preparación de la piel con povidona yodada y alcohol etílico. Organismos similares se recuperaron en algunos casos de las superficies serosas pélvicas o de los telescopios laparoscópicos, lo que sugiere que los microorganismos probablemente fueron transportados desde la piel a la cavidad peritoneal. ^{177, 178} Los defensores de la esterilización se centran en la posibilidad de transmitir infecciones por organismos formadores de esporas. Los investigadores han propuesto varias razones por las cuales la esterilidad no era necesaria para todos los equipos laparoscópicos: solo se introduce un número limitado de organismos (generalmente ≤10) en la cavidad peritoneal durante la laparoscopia; se hace un daño mínimo a las estructuras abdominales internas con poco tejido desvitalizado; la cavidad peritoneal tolera pequeñas cantidades de bacterias formadoras de esporas; el equipo es simple de limpiar y desinfectar; la esterilidad quirúrgica es relativa; la carga biológica natural en dispositivos con luces rígidas es baja ¹⁷⁹; y no existe evidencia de que la desinfección de alto nivel en lugar de la esterilización aumente el riesgo de infección. ^{87, 89, 90} Con el advenimiento de la colecistectomía laparoscópica, la preocupación por la desinfección de alto nivel es justificable porque el grado de daño tisular y la contaminación bacteriana es mayor que con los procedimientos laparoscópicos en ginecología. El hecho de no desarmar, limpiar y desinfectar completamente las partes del laparoscopio ha provocado infecciones en los pacientes. ^{180 Los} datos de un estudio sugirieron que el desmontaje, la limpieza y el reensamblaje adecuado del equipo laparoscópico utilizado en los procedimientos ginecológicos antes de la esterilización con vapor no presentan riesgo de infección. ¹⁸¹

Al igual que con los laparoscopios y otros equipos que ingresan a sitios estériles del cuerpo, los artroscopios idealmente deben esterilizarse antes de usarse. Estudios anteriores demostraron que estos instrumentos eran comúnmente (57%) solo desinfectados de alto nivel en los Estados Unidos. ^{28, 86} Una encuesta posterior (con una tasa de respuesta de solo el 5%) informó que el 31% utilizó desinfección de alto nivel y un proceso de esterilización en el resto de las instalaciones de atención de salud ³⁰ Presumiblemente, la desinfección de alto nivel en lugar de la esterilización tiene se ha usado porque la incidencia de infección es baja y las pocas infecciones identificadas probablemente no están relacionadas con el uso de desinfección de alto nivel en lugar de la esterilización. Un estudio retrospectivo de 12.505 procedimientos artroscópicos encontró una tasa de infección del 0, 04% (cinco infecciones) cuando los artroscopios se empaparon en glutaraldehído al 2% durante 15-20 minutos. Cuatro infecciones fueron causadas por S. aureus; el quinto fue una infección estreptocócica anaeróbica. ⁸⁸ Debido a que estos organismos son muy susceptibles a los desinfectantes de alto nivel, como el 2% de glutaraldehído, las infecciones probablemente se originaron en la piel del paciente. Se han informado dos casos de artritis por Clostridium perfringens cuando el artroscopio se desinfectó con glutaraldehído durante un tiempo de exposición que no es efectivo contra las esporas. ^{182, 183}

Aunque solo se dispone de datos limitados, la evidencia no demuestra que la desinfección de alto nivel de artroscopios y laparoscopios represente un riesgo de infección para el paciente. Por ejemplo, un estudio prospectivo que comparó el reprocesamiento de artroscopios y laparoscopios (por 1, 000 procedimientos) con esterilización con EtO con desinfección de alto nivel con glutaraldehído no encontró diferencias estadísticamente significativas en el riesgo de infección entre los dos métodos (es decir, EtO, 7.5 / 1, 000 procedimientos; glutaraldehído, 2.5 / 1, 000 procedimientos). ⁸⁹ Aunque el debate sobre la desinfección de alto nivel versus la esterilización de laparoscopios y artroscopios no se resolverá hasta que se publiquen ensayos clínicos aleatorios bien diseñados, se debe seguir esta guía. ^{1, 17} Es decir, los laparoscopios, artroscopios y otros ámbitos que ingresan al tejido normalmente estéril deben esterilizarse antes de cada uso; Si esto no es factible, deben recibir al menos desinfección de alto nivel.

Parte superior de la página

Tonómetros, anillos de ajuste de diafragma cervical, instrumentos crioquirúrgicos y sondas endocavitarias

Las estrategias de desinfección varían ampliamente para otros artículos semicríticos (p. Ej., Tonómetros de aplanamiento, sondas rectales / vaginales, instrumentos crioquirúrgicos y anillos de ajuste de diafragma). La FDA solicita que los fabricantes de dispositivos incluyan al menos un protocolo validado de limpieza y desinfección / esterilización en la etiqueta de sus dispositivos. Al igual que con todos los medicamentos y dispositivos, los usuarios deben estar familiarizados con las instrucciones de la etiqueta. Un estudio reveló que no se estaba utilizando una técnica uniforme para la desinfección de los tonómetros de aplanamiento, con tiempos de contacto desinfectantes que varían de <15 segundos a 20 minutos. ²⁸ En vista del potencial de transmisión de virus (p. Ej., Virus del herpes simple [VHS], adenovirus 8 o VIH) ¹⁸⁴ por puntas de tonómetro, los CDC recomendaron que las puntas de tonómetro se limpien y desinfecten durante 5-10 minutos con 3 % de peróxido de hidrógeno, 5000 ppm de cloro, 70% de alcohol etílico o 70% de alcohol isopropílico. ⁹⁵ Sin embargo, datos más recientes sugieren que el 3% de peróxido de hidrógeno y el 70% de alcohol isopropílico no son efectivos contra adenovirus capaces de causar queratoconjuntivitis epidémica y virus similares y no deben usarse para desinfectar tonómetros de aplanamiento. ^{49, 185, 186} Se ha observado daño estructural a los tonómetros Schiotz con un hipoclorito de sodio 1:10 (5, 000 ppm de cloro) y un 3% de peróxido de hidrógeno. ¹⁸⁷ Después de la desinfección, el tonómetro debe enjuagarse completamente en agua corriente y secarse al aire antes de usarlo. Aunque estos desinfectantes y los tiempos de exposición deberían matar los patógenos que pueden infectar los ojos, ningún estudio respalda directamente esto. ^{188, 189} Las pautas de la Academia Americana de Oftalmología para prevenir infecciones en oftalmología se centran en un solo patógeno potencial: el VIH. ¹⁹⁰ Debido a que un procedimiento de descontaminación corto y simple es deseable en el entorno clínico, a veces se practica frotar la punta del tonómetro con una toallita con alcohol isopropílico al 70%. ¹⁸⁹ Los informes preliminares sugieren que limpiar la punta del tonómetro con un hisopo con alcohol y luego permitir que se evapore el alcohol podría ser eficaz para eliminar el VHS, el VIH y el adenovirus. ^{189, 191, 192} Sin embargo, debido a que estos estudios involucraron solo unas pocas réplicas y se realizaron en un entorno de laboratorio controlado, se necesitan más estudios antes de poder recomendar esta técnica. Además, dos informes han encontrado que la desinfección de las puntas del neumotonómetro entre usos con una toallita con alcohol isopropílico al 70% contribuyó a los brotes de queratoconjuntivitis epidémica causada por adenovirus tipo 8. ^{193, 194}

Estudios limitados han evaluado técnicas de desinfección para otros artículos que entran en contacto con las membranas mucosas, como anillos de ajuste del diafragma, sondas crioquirúrgicas, sondas de ecocardiografía transesofágica ¹⁹⁵, cistoscopios flexibles ¹⁹⁶ o sondas vaginales / rectales utilizadas en la exploración ecográfica. Lettau, Bond y McDougal de los CDC respaldaron la recomendación de un fabricante de anillos de ajuste de diafragma que implicaba usar un lavado con agua y jabón seguido de una inmersión de 15 minutos en alcohol al 70%. ⁹⁶ Este método de desinfección debe ser adecuado para inactivar el VIH, el VHB y el VHS aunque los alcoholes no se clasifiquen como desinfectantes de alto nivel porque su actividad contra los picornavirus es algo limitada. ⁷² No hay datos disponibles sobre la inactivación del virus del papiloma humano (VPH) por alcohol u otros desinfectantes porque no se ha logrado la replicación in vitro de viriones completos. Por lo tanto, aunque el alcohol durante 15 minutos debería matar los patógenos de relevancia en ginecología, ningún estudio clínico respalda directamente esta práctica.

Las sondas vaginales se utilizan en la exploración ecográfica. Una sonda vaginal y todas las sondas endocavitarias sin una cubierta de sonda son dispositivos semicríticos porque tienen contacto directo con las membranas mucosas (p. Ej., Vagina, recto, faringe). Si bien el uso de la cubierta de la sonda podría considerarse como un cambio de categoría, esta guía propone el uso de una nueva cubierta de condón / sonda para la sonda para cada paciente, y debido a que los condones / cubiertas de la sonda pueden fallar ^{195, 197-199}, la sonda también debería ser desinfectado de alto nivel. La relevancia de esta recomendación se refuerza con los hallazgos de que las cubiertas de sonda de ultrasonido transvaginal estéril tienen una tasa muy alta de perforaciones incluso antes del uso (0%, 25% y 65% de perforaciones de tres proveedores). ¹⁹⁹ Un estudio encontró, después del uso de recuperación de ovocitos, una tasa muy alta de perforaciones en cubiertas de sonda endovaginal usadas de dos proveedores (75% y 81%), ¹⁹⁹ otros estudios demostraron una tasa más baja de perforaciones después del uso de condones (2.0% y 0.9 %) ^{197, 200 Los} condones se han encontrado superiores a las cubiertas de sonda disponibles comercialmente para cubrir la sonda de ultrasonido (1.7% para condones versus 8.3% de fuga para cubiertas de sonda). ²⁰¹ Estos estudios subrayan la necesidad de una desinfección de sonda de rutina entre los exámenes. Aunque la mayoría de los fabricantes de ultrasonidos recomiendan el uso de glutaraldehído al 2% para la desinfección de alto nivel de transductores transvaginales contaminados, este agente ha sido cuestionado ²⁰² porque podría acortar la vida útil del transductor y podría tener efectos tóxicos en los gametos y embriones. ²⁰³ Un procedimiento alternativo para desinfectar el transductor vaginal implica la extracción mecánica del gel del transductor, limpiar el transductor con agua y jabón, limpiar el transductor con alcohol al 70% o remojarlo durante 2 minutos en 500 ppm de cloro y enjuagarlo con agua corriente. secado de agua y aire. ²⁰⁴ La efectividad de este y otros métodos ²⁰⁰ no se ha validado ni en rigurosos experimentos de laboratorio ni en uso clínico. La desinfección de alto nivel con un producto (p. Ej., Peróxido de hidrógeno) que no sea tóxico para el personal, los pacientes, las sondas y las células recuperadas debe usarse hasta que la eficacia de los procedimientos alternativos contra los microbios de importancia en el sitio de la cavidad esté bien diseñada Estudios científicos experimentales. Otras sondas o dispositivos rectales, crioquirúrgicos y transesofágicos también deben desinfectarse a alto nivel entre pacientes.

Las sondas de ultrasonido que se usan durante los procedimientos quirúrgicos también pueden contactar sitios corporales estériles. Estas sondas pueden cubrirse con una funda estéril para reducir el nivel de contaminación en la sonda y reducir el riesgo de infección. Sin embargo, debido a que la funda no protege completamente la sonda, las sondas deben esterilizarse entre cada uso del paciente como con otros elementos críticos. Si esto no es posible, como mínimo, la sonda debe desinfectarse a alto nivel y cubrirse con una cubierta de sonda estéril.

Algunas sondas crioquirúrgicas no son completamente sumergibles. Durante el reprocesamiento, la punta de la sonda debe sumergirse en un desinfectante de alto nivel durante el tiempo apropiado; cualquier otra porción de la sonda que pueda tener contacto con la membrana mucosa puede desinfectarse por inmersión o envolviéndola con un paño empapado en un desinfectante de alto nivel para permitir el tiempo de contacto recomendado. Después de la desinfección, la sonda se debe enjuagar con agua corriente y secar antes de usar. Las instalaciones de atención médica que usan sondas no sumergibles deben reemplazarlas lo antes posible con sondas totalmente sumergibles.

Al igual que con otros procedimientos de desinfección de alto nivel, es necesaria una limpieza adecuada de las sondas para garantizar el éxito de la posterior desinfección. ²⁰⁵ Un estudio demostró que las bacterias vegetativas inoculadas en las sondas de ultrasonido vaginal disminuyeron cuando las sondas se limpiaron con una toalla. ²⁰⁶ No hay información disponible sobre el nivel de contaminación de tales sondas por posibles patógenos virales como el VHB y el VPH o su eliminación mediante limpieza (como con una toalla). Debido a que estos patógenos pueden estar presentes en las secreciones vaginales y rectales y contaminar las sondas durante el uso, se recomienda la desinfección de alto nivel de las sondas después de dicho uso.

Parte superior de la página

Instrumentos dentales

Los artículos científicos y la mayor publicidad sobre el potencial de transmisión de agentes infecciosos en odontología han centrado la atención en los instrumentos dentales como posibles agentes para la transmisión de patógenos. ^{207, 208} La Asociación Dental Americana recomienda que los instrumentos quirúrgicos y de otro tipo que normalmente penetran en los tejidos blandos o los huesos (por ejemplo, fórceps de extracción, hojas de bisturí, cinceles óseos, raspadores periodontales y fresas quirúrgicas) se clasifiquen como dispositivos críticos que deben esterilizarse después de cada uso o descartado. Los instrumentos que no están destinados a penetrar en los tejidos blandos orales (p. Ej., Condensadores de amalgama y jeringas de aire / agua) pero que pueden entrar en contacto con los tejidos orales se clasifican como semicríticos, pero se recomienda la esterilización después de cada uso si los instrumentos son tolerantes al calor. ^{43, 209} Si un elemento semicrítico es sensible al calor, como mínimo, debe procesarse con desinfección de alto nivel. ^{43, 210 Las} piezas de mano pueden contaminarse internamente con material del paciente y deben esterilizarse con calor después de cada paciente. Las piezas de mano que no pueden esterilizarse con calor no deben usarse. ^{211 Los} métodos de esterilización que se pueden usar para instrumentos y materiales dentales críticos o semicríticos que son estables al calor incluyen vapor a presión (autoclave), vapor químico (formaldehído) y calor seco (por ejemplo, 320 ^º F durante 2 horas). Los profesionales dentales usan más comúnmente el esterilizador a vapor. ²¹² Los tres procedimientos de esterilización pueden dañar algunos instrumentos dentales, incluidas las piezas de mano esterilizadas con vapor. ²¹³ Las alternativas tolerantes al calor están disponibles para la mayoría de las aplicaciones dentales clínicas y son preferidas. ⁴³

Los CDC han dividido las superficies no críticas en consultorios dentales en superficies de contacto clínico y limpieza. ⁴³ Las superficies de contacto clínico son superficies que pueden tocarse con frecuencia con las manos enguantadas durante el cuidado del paciente o que pueden contaminarse con sangre u otro material potencialmente infeccioso y, posteriormente, tocar instrumentos, manos, guantes o dispositivos (p. Ej., Mangos de luz, interruptores, dental X -rayos, computadoras al lado de la silla). Se pueden usar cubiertas protectoras de barrera (p. Ej., Envolturas de plástico transparente) para estas superficies, particularmente aquellas que son difíciles de limpiar (p. Ej., Manijas de luz, interruptores de silla). Los revestimientos deben cambiarse cuando estén visiblemente sucios o dañados y de forma rutinaria (p. Ej., Entre pacientes). Las superficies protegidas deben desinfectarse al final de cada día o si la contaminación es evidente. Si no están protegidas por barreras, estas superficies deben desinfectarse entre pacientes con un desinfectante intermedio (es decir, un desinfectante hospitalario registrado por la EPA con reclamo tuberculocida) o un desinfectante de bajo nivel (es decir, un desinfectante hospitalario registrado por la EPA con un reclamo de etiqueta de VHB y VIH) ^{43, 214, 215}

La mayoría de las superficies de limpieza deben limpiarse solo con un detergente y agua o un desinfectante hospitalario registrado por la EPA, según la naturaleza de la superficie y el tipo y grado de contaminación. Sin embargo, cuando las superficies de limpieza están visiblemente contaminadas con sangre o sustancias corporales, la eliminación rápida y la desinfección de la superficie es una práctica sólida de control de infecciones y es requerida por la Administración de Seguridad y Salud Ocupacional (OSHA). ^{43, 214}

Varios estudios han demostrado variabilidad entre las prácticas dentales al tratar de cumplir con estas recomendaciones. ^{216, 217} Por ejemplo, el 68% de los encuestados creía que estaban esterilizando sus instrumentos, pero no usaban esterilizantes químicos o tiempos de exposición adecuados, y el 49% de los encuestados no cuestionaron los autoclaves con indicadores biológicos. ²¹⁶ Otros investigadores que utilizan indicadores biológicos han encontrado una alta proporción (15% –65%) de pruebas positivas de esporas después de evaluar la eficacia de los esterilizadores utilizados en consultorios dentales. En un estudio de consultorios dentales de Minnesota, el error del operador, en lugar del mal funcionamiento mecánico ²¹⁸, causó el 87% de las fallas de esterilización. Los factores comunes en el uso inadecuado de los esterilizadores incluyen sobrecarga de la cámara, ajuste de baja temperatura, tiempo de exposición inadecuado, falta de precalentamiento del esterilizador e interrupción del ciclo.

Los servicios de monitoreo de esterilización por correo utilizan tiras de esporas para probar los esterilizadores en clínicas dentales, pero el retraso causado por el envío al laboratorio de pruebas podría potencialmente dar resultados falsos negativos. Sin embargo, los estudios revelaron que el tiempo y la temperatura posteriores a la esterilización después de un retraso de 7 días no influyeron en los resultados de la prueba. ^{219 Las} demoras (7 días a 27ºC y 37ºC, demora por correo de 3 días) no causaron ningún patrón predecible de pruebas de esporas inexactas. ²²⁰

Parte superior de la página

Desinfección de dispositivos contaminados con HBV, HCV, VIH o TB

La recomendación de los CDC para la desinfección de alto nivel de dispositivos contaminados con VHB, VHC, VIH o TB es apropiada porque los experimentos han demostrado la efectividad de los desinfectantes de alto nivel para inactivar estos y otros patógenos que pueden contaminar los dispositivos semicríticos. ^{61, 62, 73, 81, 105, 121, 125, 221-238} No obstante, algunos centros de salud han modificado sus procedimientos de desinfección cuando se usan endoscopios con un paciente que se sabe o se sospecha que está infectado con VHB, VIH o M. tuberculosis. ^{28, 239} Esto es inconsistente con el concepto de Precauciones estándar que presume que todos los pacientes están potencialmente infectados con patógenos transmitidos por la sangre. ²²⁸ Varios estudios han resaltado la incapacidad de distinguir pacientes infectados con VHB o VIH de pacientes no infectados por razones clínicas. ^240-242 Además, es poco probable que la infección por micobacterias sea clínicamente aparente en muchos pacientes. En la mayoría de los casos, los hospitales que alteraron su procedimiento de desinfección utilizaron la esterilización con EtO en los instrumentos endoscópicos porque creían que esta práctica reducía el riesgo de infección. ^{28, 239} EtO no se usa habitualmente para la esterilización del endoscopio debido al largo tiempo de procesamiento. Los endoscopios y otros dispositivos semicríticos deben manejarse de la misma manera, independientemente de si se sabe que el paciente está infectado con VHB, VHC, VIH o M. tuberculosis.

Una evaluación de un procedimiento de desinfección manual para eliminar el VHC de los endoscopios contaminados experimentalmente proporcionó alguna evidencia de que la limpieza y el 2% de glutaraldehído durante 20 minutos deberían evitar la transmisión. ²³⁶ Un estudio que utilizó histeroscopios contaminados experimentalmente detectó el VHC por reacción en cadena de la polimerasa (PCR) en una (3%) de 34 muestras después de la limpieza con un detergente, pero ninguna muestra fue positiva después del tratamiento con una solución de glutaraldehído al 2% durante 20 minutos. ¹²⁰ Otro estudio demostró la eliminación completa del VHC (según lo detectado por PCR) de los endoscopios utilizados en pacientes con infección crónica después de la limpieza y desinfección durante 3 a 5 minutos en glutaraldehído. ¹¹⁸ De manera similar, la PCR se usó para demostrar la eliminación completa del VHC después de la desinfección estándar de endoscopios ²³⁶ contaminados experimentalmente y los endoscopios utilizados en pacientes con anticuerpos positivos para VHC no tenían ARN de VHC detectable después de una desinfección de alto nivel. ²⁴³ La actividad inhibidora de un compuesto fenólico y un compuesto de cloro sobre el VHC mostró que el fenólico inhibió la unión y replicación del VHC, pero el cloro fue ineficaz, probablemente debido a su baja concentración y su neutralización en presencia de materia orgánica. ²⁴⁴

Parte superior de la página

Desinfección en la Unidad de Hemodiálisis

Los sistemas de hemodiálisis incluyen máquinas de hemodiálisis, suministro de agua, sistemas de tratamiento de agua y sistemas de distribución. Durante la hemodiálisis, los pacientes han adquirido virus transmitidos por la sangre y bacterias patógenas. ^{245-247 La} limpieza y la desinfección son componentes importantes del control de infecciones en un centro de hemodiálisis. La EPA y la FDA regulan los desinfectantes utilizados para reprocesar hemodializadores, máquinas de hemodiálisis y sistemas de tratamiento de agua.

Las superficies no críticas (p. Ej., Cama o silla de diálisis, encimeras, superficies externas de máquinas de diálisis y equipos [tijeras, pinzas hemostáticas, abrazaderas, manguitos de presión arterial, estetoscopios]) deben desinfectarse con un desinfectante registrado por la EPA a menos que el artículo esté visiblemente contaminado con sangre; en ese caso, se debe usar un agente tuberculocida (o un desinfectante con declaraciones específicas en la etiqueta para VHB y VIH) o una dilución 1: 100 de una solución de hipoclorito (500-600 ppm de cloro libre). ^{246, 248} Este procedimiento cumple dos objetivos: elimina la suciedad de manera regular y mantiene un ambiente consistente con una buena atención al paciente. Los hemodializadores se desinfectan con ácido peracético, formaldehído, glutaraldehído, pasteurización por calor con ácido cítrico y compuestos que contienen cloro. ^{249 Los} sistemas de hemodiálisis generalmente se desinfectan con desinfectantes a base de cloro (p. Ej., Hipoclorito de sodio), formaldehído acuoso, pasteurización por calor, ozono o ácido peracético. ^{250, 251} Todos los productos deben usarse de acuerdo con las recomendaciones del fabricante. Algunos sistemas de diálisis usan desinfección con agua caliente para controlar la contaminación microbiana.

En su punto más alto, el 82% de los centros de hemodiálisis crónica de EE. UU. Estaban reprocesando (es decir, reutilizando) dializadores para el mismo paciente usando desinfección de alto nivel. ²⁴⁹ Sin embargo, una de las grandes organizaciones de diálisis decidió eliminar la reutilización y, en 2002, el porcentaje de centros de diálisis que reprocesaron hemodializadores había disminuido al 63%. ²⁵² Los dos desinfectantes comúnmente utilizados para reprocesar los dializadores fueron el ácido peracético y el formaldehído; El 72% usaba ácido peracético y el 20% usaba formaldehído para desinfectar hemodializadores. Otro 4% de las instalaciones utilizaron glutaraldehído o pasteurización por calor en combinación con ácido cítrico. ²⁵² Las recomendaciones para el control de infecciones, incluida la desinfección y la esterilización, y el uso de máquinas dedicadas para pacientes positivos al antígeno de superficie de la hepatitis B (HBsAg), en el contexto de la hemodiálisis se detallaron en dos revisiones. ^{245, 246} La Asociación para el Avance de la Instrumentación Médica (AAMI) ha publicado recomendaciones para la reutilización de hemodializadores. ²⁵³

Parte superior de la página

Inactivación de Clostridium difficile

No se ha determinado la fuente de adquisición de Clostridium difficile asociada a la atención médica en entornos no epidémicos. El medio ambiente y el transporte en manos del personal sanitario se han considerado posibles fuentes de infección. ^{66, 254} habitaciones alfombradas ocupadas por un paciente con C. difficile estaban más contaminadas con C. difficile que las habitaciones no alfombradas ²⁵⁵. Debido a que la producción de esporas de C. difficile puede aumentar cuando se exponen a agentes de limpieza sin base de cloro y las esporas son más resistentes que las células vegetativas a los desinfectantes de superficie de uso común ²⁵⁶, algunos investigadores han recomendado el uso de soluciones diluidas de hipoclorito (1, 600 ppm de cloro disponible) para desinfección ambiental de rutina de habitaciones de pacientes con diarrea o colitis asociada a C. difficile ²⁵⁷, para reducir la incidencia de diarrea por C. difficile ²⁵⁸, o en unidades con altas tasas de C. difficile. ^{259 Las} muestras de heces de pacientes con colitis sintomática por C. difficile contienen esporas del organismo, como lo demuestra el tratamiento con etanol de las heces para reducir el crecimiento excesivo de la flora fecal al aislar C. difficile en el laboratorio ^{260, 261}. Se demostró que las tasas de diarrea asociada a C. difficile disminuyeron notablemente en una unidad de trasplante de médula ósea (de 8.6 a 3.3 casos por 1, 000 días-paciente) durante un período de desinfección con cloro (dilución 1:10) de las superficies ambientales en comparación con la limpieza con un compuesto de amonio cuaternario.

Actualización de C. difficile [abril de 2019]

Los productos registrados por la EPA específicos para inactivar las esporas de C. difficile deben usarse en unidades con altas tasas de C. difficile. Por lo tanto, el uso combinado de la higiene de manos adecuada, las precauciones de barrera y la limpieza ambiental meticulosa, y el uso de un desinfectante registrado por la EPA que sea apropiado para el nivel de riesgo, debería prevenir efectivamente la propagación del organismo. LISTA K: Productos antimicrobianos registrados por la EPA Eficaz contra Icono de esporas de Clostridium difficile.

El blanqueador acidificado y el blanqueador regular (5000 ppm de cloro) pueden inactivar las esporas de 10 ⁶ C. difficile en ≤10 minutos ²⁶². Sin embargo, los estudios han demostrado que los pacientes asintomáticos constituyen un reservorio importante dentro del centro de atención médica y que la transmisión de persona a persona es el principal medio de transmisión entre pacientes. Por lo tanto, el uso combinado de lavado de manos, precauciones de barrera y limpieza ambiental meticulosa con un desinfectante registrado por la EPA (por ejemplo, detergente germicida) debería prevenir efectivamente la propagación del organismo ²⁶³.

Los dispositivos médicos contaminados, como los colonoscopios y los termómetros, pueden ser vehículos para la transmisión de esporas de C. difficile ²⁶⁴. Por esta razón, los investigadores han estudiado desinfectantes de uso común y tiempos de exposición para evaluar si las prácticas actuales pueden poner a los pacientes en riesgo. Los datos demuestran que el 2% de glutaraldehído ^{79, 265-267} y el ácido peracético ^{267, 268} matan de manera confiable las esporas de C. difficile usando tiempos de exposición de 5 a 20 minutos. el orto-ftalaldehído y el ácido peracético ≥0.2% (WA Rutala, comunicación personal, abril de 2006) también pueden inactivar ≥104 esporas de C. difficile en 10-12 minutos a 20 ^° C ²⁶⁸. El dicloroisocianurato de sodio a una concentración de 1000 ppm de cloro disponible logró factores de reducción _de log ₁₀ más bajos contra esporas de C. difficile a los 10 minutos, que van del 0, 7 al 1, 5, que el ácido peracético al 0, 26% con factores de reducción _de log ₁₀ que van del 2, 7 al 6, 0 ²⁶⁸.

Parte superior de la página

Estándar de patógenos transmitidos por la sangre de OSHA

En diciembre de 1991, OSHA promulgó un estándar titulado "Exposición ocupacional a los patógenos transmitidos por la sangre" para eliminar o minimizar la exposición ocupacional a los patógenos transmitidos por la sangre ²¹⁴. Un componente de este requisito es que todo el equipo y las superficies ambientales y de trabajo se limpien y descontaminen con un desinfectante apropiado después del contacto con sangre u otros materiales potencialmente infecciosos. Aunque el estándar de OSHA no especifica el tipo de desinfectante o procedimiento, el documento de cumplimiento original de OSHA ²⁶⁹ sugirió que un germicida debe ser tuberculocida para matar el VHB. Para seguir el documento de cumplimiento de OSHA, se necesitaría un desinfectante tuberculocida (p. Ej., Fenólico y cloro) para limpiar un derrame de sangre. Sin embargo, en febrero de 1997, OSHA modificó su política y declaró que los desinfectantes registrados por la EPA etiquetados como eficaces contra el VIH y el VHB se considerarían desinfectantes apropiados "… siempre que dichas superficies no se hayan contaminado con agente (s) o volúmenes o concentraciones de agente (s) para los que se recomienda una desinfección de mayor nivel ". Cuando los agentes patógenos transmitidos por la sangre que no sean VHB o VIH son motivo de preocupación, OSHA continúa requiriendo el uso de desinfectantes tuberculocidas registrados por la EPA o solución de hipoclorito (diluido 1:10 o 1: 100 con agua) ^{215, 228}. Los estudios demuestran que, en presencia de grandes derrames de sangre, una dilución final 1:10 de la solución de hipoclorito registrada por la EPA inicialmente debe usarse para inactivar los virus transmitidos por la sangre ^{63, 235} para minimizar el riesgo de infección al personal de atención médica por lesiones percutáneas durante la limpieza.

Parte superior de la página

Patógenos emergentes (Cryptosporidium, Helicobacter pylori, Escherichia coli O157: H7, Rotavirus, Virus del papiloma humano, Norovirus, Coronavirus del síndrome respiratorio agudo severo [SARS]

Los patógenos emergentes son motivo de creciente preocupación para el público en general y los profesionales de control de infecciones. Los patógenos relevantes incluyen Cryptosporidium parvum, Helicobacter pylori, E. coli O157: H7, VIH, VHC, rotavirus, norovirus, coronavirus del síndrome respiratorio agudo severo (SARS), M. tuberculosis resistente a múltiples fármacos y micobacterias no tuberculosas (p. Ej., M. chelonae). Se ha estudiado la susceptibilidad de cada uno de estos patógenos a los desinfectantes y esterilizantes químicos. Con las excepciones que se analizan a continuación, todos estos patógenos emergentes son susceptibles a los desinfectantes y esterilizantes químicos disponibles actualmente ²⁷⁰.

El criptosporidio es resistente al cloro a las concentraciones utilizadas en el agua potable. C. parvum no está completamente inactivado por la mayoría de los desinfectantes utilizados en la atención médica, incluidos el alcohol etílico ²⁷¹, glutaraldehído ^{271, 272}, hipoclorito al 5.25% ²⁷¹, ácido peracético ²⁷¹, orto-ftalaldehído ²⁷¹, fenol ^{271, 272}, povidona yodada ^{271, 272} y compuestos de amonio cuaternario ²⁷¹. Los únicos desinfectantes químicos y esterilizantes capaces de inactivar más de 3 log ₁₀ de C. parvum fueron 6% y 7.5% de peróxido de hidrógeno ²⁷¹. Los métodos de esterilización inactivarán completamente C. parvum, incluido el vapor ²⁷¹, EtO ^{271, 273} y el plasma de gas peróxido de hidrógeno ²⁷¹. Aunque la mayoría de los desinfectantes no son efectivos contra C. parvum, las prácticas actuales de limpieza y desinfección parecen satisfactorias para prevenir la transmisión asociada a la atención médica. Por ejemplo, es poco probable que los endoscopios sean un vehículo importante para transmitir C. parvum porque los resultados de estudios bacterianos indican que la limpieza mecánica eliminará aproximadamente 10 ⁴ organismos, y el secado resulta en una pérdida rápida de la viabilidad de C. parvum (por ejemplo, 30 minutos, 2.9 log ₁₀ disminución; y 60 minutos, 3.8 log ₁₀ disminución) ²⁷¹.

Se ha encontrado que el cloro a ~ 1 ppm es capaz de eliminar aproximadamente 4 log ₁₀ de E. coli O157: H7 en 1 minuto en una prueba de suspensión ⁶⁴. El agua oxidante electrolizada a 23 ° C fue efectiva en 10 minutos para producir una disminución de 5 log ₁₀ en E. coli O157: H7 inoculada en tablas de cortar de cocina ²⁷⁴. Los siguientes desinfectantes eliminaron> 5 log ₁₀ de E. coli O157: H7 en 30 segundos: un compuesto de amonio cuaternario, un fenólico, un hipoclorito (dilución 1:10 de lejía al 5, 25%) y etanol ⁵³. Los desinfectantes, incluidos los compuestos de cloro, pueden reducir la E. coli O157: H7 inoculada experimentalmente en semillas de alfalfa o brotes ^{275, 276} o superficies de la canal de res ²⁷⁷.

Los datos son limitados sobre la susceptibilidad de H. pylori a los desinfectantes. Utilizando una prueba de suspensión, un estudio evaluó la efectividad de una variedad de desinfectantes contra nueve cepas de H. pylori ⁶⁰. El etanol (80%) y el glutaraldehído (0.5%) mataron todas las cepas en 15 segundos; gluconato de clorhexidina (0.05%, 1.0%), cloruro de benzalconio (0.025%, 0.1%), clorhidrato de alquildiaminoetilglicina (0.1%), povidona yodada (0.1%) e hipoclorito de sodio (150 ppm) mataron todas las cepas en 30 segundos. Tanto el etanol (80%) como el glutaraldehído (0.5%) retuvieron una actividad bactericida similar en presencia de materia orgánica; los otros desinfectantes mostraron actividad bactericida reducida. En particular, la actividad bactericida de la povidona yodada (0.1%) y el hipoclorito de sodio (150 ppm) disminuyeron notablemente en presencia de solución de levadura seca con tiempos de muerte aumentados a 5-10 minutos y 5-30 minutos, respectivamente.

Immersing biopsy forceps in formalin before obtaining a specimen does not affect the ability to culture H. pylori from the biopsy specimen ²⁷⁸. The following methods are ineffective for eliminating H. pylori from endoscopes: cleaning with soap and water ^{119, 279}, immersion in 70% ethanol for 3 minutes ²⁸⁰, instillation of 70% ethanol ¹²⁶, instillation of 30 ml of 83% methanol ²⁷⁹, and instillation of 0.2% Hyamine solution ²⁸¹. The differing results with regard to the efficacy of ethyl alcohol against Helicobacter are unexplained. Cleaning followed by use of 2% alkaline glutaraldehyde (or automated peracetic acid) has been demonstrated by culture to be effective in eliminating H. pylori ^{119, 279, 282}. Epidemiologic investigations of patients who had undergone endoscopy with endoscopes mechanically washed and disinfected with 2.0%–2.3% glutaraldehyde have revealed no evidence of person-to-person transmission of H. pylori ^{126, 283}. Disinfection of experimentally contaminated endoscopes using 2% glutaraldehyde (10-minute, 20-minute, 45-minute exposure times) or the peracetic acid system (with and without active peracetic acid) has been demonstrated to be effective in eliminating H. pylori ¹¹⁹. H. pylori DNA has been detected by PCR in fluid flushed from endoscope channels after cleaning and disinfection with 2% glutaraldehyde ²⁸⁴. The clinical significance of this finding is unclear. In vitro experiments have demonstrated a >3.5-log ₁₀ reduction in H. pylori after exposure to 0.5 mg/L of free chlorine for 80 seconds ²⁸⁵.

An outbreak of healthcare-associated rotavirus gastroenteritis on a pediatric unit has been reported ²⁸⁶. Person to person through the hands of health-care workers was proposed as the mechanism of transmission. Prolonged survival of rotavirus on environmental surfaces (90 minutes to >10 days at room temperature) and hands (>4 hours) has been demonstrated. Rotavirus suspended in feces can survive longer ^{287, 288}. Vectors have included hands, fomites, air, water, and food ^{288, 289}. Products with demonstrated efficacy (>3 log ₁₀ reduction in virus) against rotavirus within 1 minute include: 95% ethanol, 70% isopropanol, some phenolics, 2% glutaraldehyde, 0.35% peracetic acid, and some quaternary ammonium compounds ^{59, 290-293}. In a human challenge study, a disinfectant spray (0.1% ortho-phenylphenol and 79% ethanol), sodium hypochlorite (800 ppm free chlorine), and a phenol-based product (14.7% phenol diluted 1:256 in tapwater) when sprayed onto contaminated stainless steel disks, were effective in interrupting transfer of a human rotavirus from stainless steel disk to fingerpads of volunteers after an exposure time of 3- 10 minutes. A quaternary ammonium product (7.05% quaternary ammonium compound diluted 1:128 in tapwater) and tapwater allowed transfer of virus ⁵².

No data exist on the inactivation of HPV by alcohol or other disinfectants because in vitro replication of complete virions has not been achieved. Similarly, little is known about inactivation of noroviruses (members of the family Caliciviridae and important causes of gastroenteritis in humans) because they cannot be grown in tissue culture. Improper disinfection of environmental surfaces contaminated by feces or vomitus of infected patients is believed to play a role in the spread of noroviruses in some settings ^294-296. Prolonged survival of a norovirus surrogate (ie, feline calicivirus virus [FCV], a closely related cultivable virus) has been demonstrated (eg, at room temperature, FCV in a dried state survived for 21–18 days) ²⁹⁷. Inactivation studies with FCV have shown the effectiveness of chlorine, glutaraldehyde, and iodine-based products whereas the quaternary ammonium compound, detergent, and ethanol failed to inactivate the virus completely. ²⁹⁷ An evaluation of the effectiveness of several disinfectants against the feline calicivirus found that bleach diluted to 1000 ppm of available chlorine reduced infectivity of FCV by 4.5 logs in 1 minute. Other effective (log ₁₀ reduction factor of >4 in virus) disinfectants included accelerated hydrogen peroxide, 5, 000 ppm (3 min); chlorine dioxide, 1, 000 ppm chlorine (1 min); a mixture of four quaternary ammonium compounds, 2, 470 ppm (10 min); 79% ethanol with 0.1% quaternary ammonium compound (3 min); and 75% ethanol (10 min) ²⁹⁸. A quaternary ammonium compound exhibited activity against feline calicivirus supensions dried on hard surface carriers in 10 minutes ²⁹⁹. Seventy percent ethanol and 70% 1-propanol reduced FCV by a 3–4-log ₁₀ reduction in 30 seconds ³⁰⁰.

CDC announced that a previously unrecognized human virus from the coronavirus family is the leading hypothesis for the cause of a described syndrome of SARS ³⁰¹. Two coronaviruses that are known to infect humans cause one third of common colds and can cause gastroenteritis. The virucidal efficacy of chemical germicides against coronavirus has been investigated. A study of disinfectants against coronavirus 229E found several that were effective after a 1-minute contact time; these included sodium hypochlorite (at a free chlorine concentration of 1, 000 ppm and 5, 000 ppm), 70% ethyl alcohol, and povidone-iodine (1% iodine) ¹⁸⁶. In another study, 70% ethanol, 50% isopropanol, 0.05% benzalkonium chloride, 50 ppm iodine in iodophor, 0.23% sodium chlorite, 1% cresol soap and 0.7% formaldehyde inactivated >3 logs of two animal coronaviruses (mouse hepatitis virus, canine coronavirus) after a 10-minute exposure time ³⁰². The activity of povidone-iodine has been demonstrated against human coronaviruses 229E and OC43 ³⁰³. A study also showed complete inactivation of the SARS coronavirus by 70% ethanol and povidone-iodine with an exposure times of 1 minute and 2.5% glutaraldehyde with an exposure time of 5 minute ³⁰⁴. Because the SARS coronavirus is stable in feces and urine at room temperature for at least 1–2 days [The current version of this document may differ from original: First data on stability and resistance of SARS coronavirus compiled by members of WHO laboratory networkexternal icon], surfaces might be a possible source of contamination and lead to infection with the SARS coronavirus and should be disinfected. Until more precise information is available, environments in which SARS patients are housed should be considered heavily contaminated, and rooms and equipment should be thoroughly disinfected daily and after the patient is discharged. EPA-registered disinfectants or 1:100 dilution of household bleach and water should be used for surface disinfection and disinfection on noncritical patient-care equipment. High-level disinfection and sterilization of semicritical and critical medical devices, respectively, does not need to be altered for patients with known or suspected SARS.

Free-living amoeba can be pathogenic and can harbor agents of pneumonia such as Legionella pneumophila. Limited studies have shown that 2% glutaraldehyde and peracetic acid do not completely inactivate Acanthamoeba polyphaga in a 20-minute exposure time for high-level disinfection. If amoeba are found to contaminate instruments and facilitate infection, longer immersion times or other disinfectants may need to be considered ³⁰⁵.

Parte superior de la página

Inactivation of Bioterrorist Agents

Publications have highlighted concerns about the potential for biological terrorism ^{306, 307}. CDC has categorized several agents as “high priority” because they can be easily disseminated or transmitted from person to person, cause high mortality, and are likely to cause public panic and social disruption ³⁰⁸. These agents include Bacillus anthracis (the cause of anthrax), Yersinia pestis (plague), variola major (smallpox), Clostridium botulinum toxin (botulism), Francisella tularensis (tularemia), filoviruses (Ebola hemorrhagic fever, Marburg hemorrhagic fever); and arenaviruses (Lassa [Lassa fever], Junin [Argentine hemorrhagic fever]), and related viruses ³⁰⁸.

A few comments can be made regarding the role of sterilization and disinfection of potential agents of bioterrorism ³⁰⁹. First, the susceptibility of these agents to germicides in vitro is similar to that of other related pathogens. For example, variola is similar to vaccinia ^{72, 310, 311} and B. anthracis is similar to B. atrophaeus (formerly B. subtilis) ^{312, 313}. B. subtilis spores, for instance, proved as resistant as, if not more resistant than, B. anthracis spores (>6 log ₁₀ reduction of B. anthracis spores in 5 minutes with acidified bleach [5, 250 ppm chlorine]) ³¹³. Thus, one can extrapolate from the larger database available on the susceptibility of genetically similar organisms ³¹⁴. Second, many of the potential bioterrorist agents are stable enough in the environment that contaminated environmental surfaces or fomites could lead to transmission of agents such as B. anthracis, F. tularensis, variola major, C. botulinum toxin, and C. burnetti ³¹⁵. Third, data suggest that current disinfection and sterilization practices are appropriate for managing patient-care equipment and environmental surfaces when potentially contaminated patients are evaluated and/or admitted in a health-care facility after exposure to a bioterrorist agent. For example, sodium hypochlorite can be used for surface disinfection (see [This link is no longer active: https://www.epa.gov/pesticides/factsheets/chemicals/bleachfactsheet.htm.]). In instances where the health-care facility is the site of a bioterrorist attack, environmental decontamination might require special decontamination procedures (eg, chlorine dioxide gas for B. anthracis spores). Because no antimicrobial products are registered for decontamination of biologic agents after a bioterrorist attack, EPA has granted a crises exemption for each product (see [This link is no longer active: https://www.epa.gov/pesticides/factsheets/chemicals/bleachfactsheet.htm.]). Of only theoretical concern is the possibility that a bioterrorist agent could be engineered to be less susceptible to disinfection and sterilization processes ³⁰⁹.

Parte superior de la página

Toxicological, Environmental and Occupational Concerns

Health hazards associated with the use of germicides in healthcare vary from mucous membrane irritation to death, with the latter involving accidental injection by mentally disturbed patients ³¹⁶. Although their degrees of toxicity vary ^317-320, all disinfectants should be used with the proper safety precautions ³²¹ and only for the intended purpose.

Key factors associated with assessing the health risk of a chemical exposure include the duration, intensity (ie, how much chemical is involved), and route (eg, skin, mucous membranes, and inhalation) of exposure. Toxicity can be acute or chronic. Acute toxicity usually results from an accidental spill of a chemical substance. Exposure is sudden and often produces an emergency situation. Chronic toxicity results from repeated exposure to low levels of the chemical over a prolonged period. Employers are responsible for informing workers about the chemical hazards in the workplace and implementing control measures. The OSHA Hazard Communication Standard (29 CFR 1910.1200, 1915.99, 1917.28, 1918.90, 1926.59, and 1928.21) requires manufacturers and importers of hazardous chemicals to develop Material Safety Data Sheets (MSDS) for each chemical or mixture of chemicals. Employers must have these data sheets readily available to employees who work with the products to which they could be exposed.

Exposure limits have been published for many chemicals used in health care to help provide a safe environment and, as relevant, are discussed in each section of this guideline. Only the exposure limits published by OSHA carry the legal force of regulations. OSHA publishes a limit as a time-weighted average (TWA), that is, the average concentration for a normal 8-hour work day and a 40-hour work week to which nearly all workers can be repeatedly exposed to a chemical without adverse health effects. For example, the permissible exposure limit (PEL) for EtO is 1.0 ppm, 8 hour TWA. The CDC National Institute for Occupational Safety and Health (NIOSH) develops recommended exposure limits (RELs). RELs are occupational exposure limits recommended by NIOSH as being protective of worker health and safety over a working lifetime. This limit is frequently expressed as a 40-hour TWA exposure for up to 10 hours per day during a 40-hour work week. These exposure limits are designed for inhalation exposures. Irritant and allergic effects can occur below the exposure limits, and skin contact can result in dermal effects or systemic absorption without inhalation. The American Conference on Governmental Industrial Hygienists (ACGIN) also provides guidelines on exposure limits ³²². Information about workplace exposures and methods to reduce them (eg, work practices, engineering controls, PPE) is available on the OSHAexternal icon and NIOSH websites.

Some states have excluded or limited concentrations of certain chemical germicides (eg, glutaraldehyde, formaldehyde, and some phenols) from disposal through the sewer system. These rules are intended to minimize environmental harm. If health-care facilities exceed the maximum allowable concentration of a chemical (eg, ≥5.0 mg/L), they have three options. First, they can switch to alternative products; for example, they can change from glutaraldehyde to another disinfectant for high-level disinfection or from phenolics to quaternary ammonium compounds for low-level disinfection. Second, the health-care facility can collect the disinfectant and dispose of it as a hazardous chemical. Third, the facility can use a commercially available small-scale treatment method (eg, neutralize glutaraldehyde with glycine).

Safe disposal of regulated chemicals is important throughout the medical community. For disposal of large volumes of spent solutions, users might decide to neutralize the microbicidal activity before disposal (eg, glutaraldehyde). Solutions can be neutralized by reaction with chemicals such as sodium bisulfite ^{323, 324} or glycine ³²⁵.

European authors have suggested that instruments and ventilation therapy equipment should be disinfected by heat rather than by chemicals. The concerns for chemical disinfection include toxic side effects for the patient caused by chemical residues on the instrument or object, occupational exposure to toxic chemicals, and recontamination by rinsing the disinfectant with microbially contaminated tap water ³²⁶.

Parte superior de la página

Disinfection in Ambulatory Care, Home Care, and the Home

With the advent of managed healthcare, increasing numbers of patients are now being cared for in ambulatory-care and home settings. Many patients in these settings might have communicable diseases, immunocompromising conditions, or invasive devices. Therefore, adequate disinfection in these settings is necessary to provide a safe patient environment. Because the ambulatory-care setting (ie, outpatient facility) provides the same risk for infection as the hospital, the Spaulding classification scheme described in this guideline should be followed (Table 1). ¹⁷

The home environment should be much safer than hospitals or ambulatory care. Epidemics should not be a problem, and cross-infection should be rare. The healthcare provider is responsible for providing the responsible family member information about infection-control procedures to follow in the home, including hand hygiene, proper cleaning and disinfection of equipment, and safe storage of cleaned and disinfected devices. Among the products recommended for home disinfection of reusable objects are bleach, alcohol, and hydrogen peroxide. APIC recommends that reusable objects (eg, tracheostomy tubes) that touch mucous membranes be disinfected by immersion in 70% isopropyl alcohol for 5 minutes or in 3% hydrogen peroxide for 30 minutes. Additionally, a 1:50 dilution of 5.25%–6.15% sodium hypochlorite (household bleach) for 5 minutes should be effective ^327-329. Noncritical items (eg, blood pressure cuffs, crutches) can be cleaned with a detergent. Blood spills should be handled according to OSHA regulations as previously described (see section on OSHA Bloodborne Pathogen Standard). In general, sterilization of critical items is not practical in homes but theoretically could be accomplished by chemical sterilants or boiling. Single-use disposable items can be used or reusable items sterilized in a hospital ^{330, 331}.

Some environmental groups advocate “environmentally safe” products as alternatives to commercial germicides in the home-care setting. These alternatives (eg, ammonia, baking soda, vinegar, Borax, liquid detergent) are not registered with EPA and should not be used for disinfecting because they are ineffective against S. aureus. Borax, baking soda, and detergents also are ineffective against Salmonella Typhi and E.coli; however, undiluted vinegar and ammonia are effective against S. Typhi and E.coli ^{53, 332, 333}. Common commercial disinfectants designed for home use also are effective against selected antibiotic-resistant bacteria ⁵³.

Public concerns have been raised that the use of antimicrobials in the home can promote development of antibiotic-resistant bacteria ^{334, 335}. This issue is unresolved and needs to be considered further through scientific and clinical investigations. The public health benefits of using disinfectants in the home are unknown. However, some facts are known: many sites in the home kitchen and bathroom are microbially contaminated ³³⁶, use of hypochlorites markedly reduces bacteria ³³⁷, and good standards of hygiene (eg, food hygiene, hand hygiene) can help reduce infections in the home ^{338, 339}. In addition, laboratory studies indicate that many commercially prepared household disinfectants are effective against common pathogens ⁵³ and can interrupt surface-to-human transmission of pathogens ⁴⁸. The “targeted hygiene concept”-which means identifying situations and areas (eg, food-preparation surfaces and bathroom) where risk exists for transmission of pathogens-may be a reasonable way to identify when disinfection might be appropriate ³⁴⁰.

Parte superior de la página

Susceptibility of Antibiotic-Resistant Bacteria to Disinfectants

As with antibiotics, reduced susceptibility (or acquired “resistance”) of bacteria to disinfectants can arise by either chromosomal gene mutation or acquisition of genetic material in the form of plasmids or transposons ^{338, 341-343, 344, 345, 346}. When changes occur in bacterial susceptibility that renders an antibiotic ineffective against an infection previously treatable by that antibiotic, the bacteria are referred to as “resistant.” In contrast, reduced susceptibility to disinfectants does not correlate with failure of the disinfectant because concentrations used in disinfection still greatly exceed the cidal level. Thus, the word “resistance” when applied to these changes is incorrect, and the preferred term is “reduced susceptibility” or “increased tolerance” ^{344, 347}. No data are available that show that antibiotic-resistant bacteria are less sensitive to the liquid chemical germicides than antibiotic-sensitive bacteria at currently used germicide contact conditions and concentrations.

MRSA and vancomycin-resistant Enterococcus (VRE) are important health-care–associated agents. Some antiseptics and disinfectants have been known for years to be, because of MICs, somewhat less inhibitory to S. aureus strains that contain a plasmid-carrying gene encoding resistance to the antibiotic gentamicin ³⁴⁴. For example, gentamicin resistance has been shown to also encode reduced susceptibility to propamidine, quaternary ammonium compounds, and ethidium bromide ³⁴⁸, and MRSA strains have been found to be less susceptible than methicillin-sensitive S. aureus (MSSA) strains to chlorhexidine, propamidine, and the quaternary ammonium compound cetrimide ³⁴⁹. In other studies, MRSA and MSSA strains have been equally sensitive to phenols and chlorhexidine, but MRSA strains were slightly more tolerant to quaternary ammonium compounds ³⁵⁰. Two gene families (qac CD [now referred to as smr] and qac AB) are involved in providing protection against agents that are components of disinfectant formulations such as quaternary ammonium compounds. Staphylococci have been proposed to evade destruction because the protein specified by the qac A determinant is a cytoplasmic-membrane–associated protein involved in an efflux system that actively reduces intracellular accumulation of toxicants, such as quaternary ammonium compounds, to intracellular targets. ³⁵¹

Other studies demonstrated that plasmid-mediated formaldehyde tolerance is transferable from Serratia marcescens to E. coli ³⁵² and plasmid-mediated quaternary ammonium tolerance is transferable from S. aureus to E. coli. ³⁵³. Tolerance to mercury and silver also is plasmid borne. ^{341, 343-346}

Because the concentrations of disinfectants used in practice are much higher than the MICs observed, even for the more tolerant strains, the clinical relevance of these observations is questionable. Several studies have found antibiotic-resistant hospital strains of common healthcare-associated pathogens (ie, Enterococcus, P. aeruginosa, Klebsiella pneumoniae, E. coli, S. aureus, and S. epidermidis) to be equally susceptible to disinfectants as antibiotic-sensitive strains ^{53, 354-356}. The susceptibility of glycopeptide-intermediate S. aureus was similar to vancomycin-susceptible, MRSA ³⁵⁷. On the basis of these data, routine disinfection and housekeeping protocols do not need to be altered because of antibiotic resistance provided the disinfection method is effective ^{358, 359}. A study that evaluated the efficacy of selected cleaning methods (eg, QUAT-sprayed cloth, and QUAT-immersed cloth) for eliminating VRE found that currently used disinfection processes most likely are highly effective in eliminating VRE. However, surface disinfection must involve contact with all contaminated surfaces ³⁵⁸. A new method using an invisible flurorescent marker to objectively evaluate the thoroughness of cleaning activities in patient rooms might lead to improvement in cleaning of all objects and surfaces but needs further evaluation. ³⁶⁰

Lastly, does the use of antiseptics or disinfectants facilitate the development of disinfectant-tolerant organisms? Evidence and reviews indicate enhanced tolerance to disinfectants can be developed in response to disinfectant exposure ^{334, 335, 346, 347, 361}. However, the level of tolerance is not important in clinical terms because it is low and unlikely to compromise the effectiveness of disinfectants of which much higher concentrations are used ^{347, 362}.

The issue of whether low-level tolerance to germicides selects for antibiotic-resistant strains is unsettled but might depend on the mechanism by which tolerance is attained. For example, changes in the permeability barrier or efflux mechanisms might affect susceptibility to both antibiotics and germicides, but specific changes to a target site might not. Some researchers have suggested that use of disinfectants or antiseptics (eg, triclosan) could facilitate development of antibiotic-resistant microorganisms ^{334, 335, 363}. Although evidence in laboratory studies indicates low-level resistance to triclosan, the concentrations of triclosan in these studies were low (generally <1 μg/mL) and dissimilar from the higher levels used in antimicrobial products (2, 000–20, 000 μg/mL) ^{364, 365}. Thus, researchers can create laboratory-derived mutants that demonstrate reduced susceptibility to antiseptics or disinfectants. In some experiments, such bacteria have demonstrated reduced susceptibility to certain antibiotics ³³⁵. There is no evidence that using antiseptics or disinfectants selects for antibiotic-resistant organisms in nature or that such mutants survive in nature ³⁶⁶.) In addition, the action of antibiotics and the action of disinfectants differ fundamentally. Antibiotics are selectively toxic and generally have a single target site in bacteria, thereby inhibiting a specific biosynthetic process. Germicides generally are considered nonspecific antimicrobials because of a multiplicity of toxic-effect mechanisms or target sites and are broader spectrum in the types of microorganisms against which they are effective ^{344, 347}.

The rotational use of disinfectants in some environments (eg, pharmacy production units) has been recommended and practiced in an attempt to prevent development of resistant microbes ^{367, 368}. There have been only rare case reports that appropriately used disinfectants have resulted in a clinical problem arising from the selection or development of nonsusceptible microorganisms ³⁶⁹.

Parte superior de la página

Desinfección de superficie

The effective use of disinfectants is part of a multibarrier strategy to prevent health-care–associated infections. Surfaces are considered noncritical items because they contact intact skin. Use of noncritical items or contact with noncritical surfaces carries little risk of causing an infection in patients or staff. Thus, the routine use of germicidal chemicals to disinfect hospital floors and other noncritical items is controversial ^370-375. A 1991 study expanded the Spaulding scheme by dividing the noncritical environmental surfaces into housekeeping surfaces and medical equipment surfaces ³⁷⁶. The classes of disinfectants used on housekeeping and medical equipment surfaces can be similar. However, the frequency of decontaminating can vary (see Recommendations). Medical equipment surfaces (eg, blood pressure cuffs, stethoscopes, hemodialysis machines, and X-ray machines) can become contaminated with infectious agents and contribute to the spread of health-care–associated infections ^{248, 375}. For this reason, noncritical medical equipment surfaces should be disinfected with an EPA-registered low- or intermediate-level disinfectant. Use of a disinfectant will provide antimicrobial activity that is likely to be achieved with minimal additional cost or work.

Environmental surfaces (eg, bedside table) also could potentially contribute to cross-transmission by contamination of health-care personnel from hand contact with contaminated surfaces, medical equipment, or patients ^{50, 375, 377}. A paper reviews the epidemiologic and microbiologic data (Table 3) regarding the use of disinfectants on noncritical surfaces ³⁷⁸.

Of the seven reasons to usie a disinfectant on noncritical surfaces, five are particularly noteworthy and support the use of a germicidal detergent. First, hospital floors become contaminated with microorganisms from settling airborne bacteria: by contact with shoes, wheels, and other objects; and occasionally by spills. The removal of microbes is a component in controling health-care–associated infections. In an investigation of the cleaning of hospital floors, the use of soap and water (80% reduction) was less effective in reducing the numbers of bacteria than was a phenolic disinfectant (94%–99.9% reduction) ³⁷⁹. However, a few hours after floor disinfection, the bacterial count was nearly back to the pretreatment level. Second, detergents become contaminated and result in seeding the patient's environment with bacteria. Investigators have shown that mop water becomes increasingly dirty during cleaning and becomes contaminated if soap and water is used rather than a disinfectant. For example, in one study, bacterial contamination in soap and water without a disinfectant increased from 10 CFU/mL to 34, 000 CFU/mL after cleaning a ward, whereas contamination in a disinfectant solution did not change (20 CFU/mL) ³⁸⁰. Contamination of surfaces close to the patient that are frequently touched by the patient or staff (eg, bed rails) could result in patient exposures0 ³⁸¹. In a study, using of detergents on floors and patient room furniture, increased bacterial contamination of the patients' environmental surfaces was found after cleaning (average increase = 103.6 CFU/24cm ²) ³⁸². In addition, a P. aeruginosa outbreak was reported in a hematology-oncology unit associated with contamination of the surface cleaning equipment when nongermicidal cleaning solutions instead of disinfectants were used to decontaminate the patients' environment ³⁸³ and another study demonstrated the role of environmental cleaning in controlling an outbreak of Acinetobacter baumannii ³⁸⁴. Studies also have shown that, in situations where the cleaning procedure failed to eliminate contamination from the surface and the cloth is used to wipe another surface, the contamination is transferred to that surface and the hands of the person holding the cloth ^{381, 385}. Third, the CDC Isolation Guideline recommends that noncritical equipment contaminated with blood, body fluids, secretions, or excretions be cleaned and disinfected after use. The same guideline recommends that, in addition to cleaning, disinfection of the bedside equipment and environmental surfaces (eg, bedrails, bedside tables, carts, commodes, door-knobs, and faucet handles) is indicated for certain pathogens, eg, enterococci, which can survive in the inanimate environment for prolonged periods ³⁸⁶. Fourth, OSHA requires that surfaces contaminated with blood and other potentially infectious materials (eg, amniotic, pleural fluid) be disinfected. Fifth, using a single product throughout the facility can simplify both training and appropriate practice.

Reasons also exist for using a detergent alone on floors because noncritical surfaces contribute minimally to endemic health-care–associated infections ³⁸⁷, and no differences have been found in healthcare–associated infections rates when floors are cleaned with detergent rather than disinfectant ^{382, 388, 389}. However, these studies have been small and of short duration and suffer from low statistical power because the outcome-healthcare–associated infections-is of low frequency. The low rate of infections makes the efficacy of an intervention statistically difficult to demonstrate. Because housekeeping surfaces are associated with the lowest risk for disease transmission, some researchers have suggested that either detergents or a disinfectant/detergent could be used ³⁷⁶. No data exist that show reduced healthcare–associated infection rates with use of surface disinfection of floors, but some data demonstrate reduced microbial load associated with the use of disinfectants. Given this information; other information showing that environmental surfaces (eg, bedside table, bed rails) close to the patient and in outpatient settings ³⁹⁰ can be contaminated with epidemiologically important microbes (such as VRE and MRSA) ^{47, 390-394}; and data showing these organisms survive on various hospital surfaces ^{395, 396}; some researchers have suggested that such surfaces should be disinfected on a regular schedule ³⁷⁸. Spot decontamination on fabrics that remain in hospitals or clinic rooms while patients move in and out (eg, privacy curtains) also should be considered. One study demonstrated the effectiveness of spraying the fabric with 3% hydrogen peroxide ³⁹⁷. Future studies should evaluate the level of contamination on noncritical environmental surfaces as a function of high and low hand contact and whether some surfaces (eg, bed rails) near the patient with high contact frequencies require more frequent disinfection. Regardless of whether a detergent or disinfectant is used on surfaces in a health-care facility, surfaces should be cleaned routinely and when dirty or soiled to provide an aesthetically pleasing environment and to prevent potentially contaminated objects from serving as a source for health-care–associated infections. ³⁹⁸ The value of designing surfaces (eg hexyl-polyvinylpyridine) that kill bacteria on contact ³⁹⁹ or have sustained antimicrobial activity ⁴⁰⁰ should be further evaluated.

Several investigators have recognized heavy microbial contamination of wet mops and cleaning cloths and the potential for spread of such contamination ^{68, 401}. They have shown that wiping hard surfaces with contaminated cloths can contaminate hands, equipment, and other surfaces ^{68, 402}. Data have been published that can be used to formulate effective policies for decontamination and maintenance of reusable cleaning cloths. For example, heat was the most reliable treatment of cleaning cloths as a detergent washing followed by drying at 80°C for 2 hours produced elimination of contamination. However, the dry heating process might be a fire hazard if the mop head contains petroleum-based products or lint builds up within the equipment or vent hose (American Health Care Association, personal communication, March 2003). Alternatively, immersing the cloth in hypochlorite (4, 000 ppm) for 2 minutes produced no detectable surviving organisms in 10 of 13 cloths ⁴⁰³. If reusable cleaning cloths or mops are used, they should be decontaminated regularly to prevent surface contamination during cleaning with subsequent transfer of organisms from these surfaces to patients or equipment by the hands of health-care workers. Some hospitals have begun using a new mopping technique involving microfiber materials to clean floors. Microfibers are densely constructed, polyester and polyamide (nylon) fibers, that are approximately 1/16 the thickness of a human hair. The positively charged microfibers attract dust (which has a negative charge) and are more absorbent than a conventional, cotton-loop mop. Microfiber materials also can be wet with disinfectants, such as quaternary ammonium compounds. In one study, the microfiber system tested demonstrated superior microbial removal compared with conventional string mops when used with a detergent cleaner (94% vs 68%). The use of a disinfectant did not improve the microbial elimination demonstrated by the microfiber system (95% vs 94%). However, use of disinfectant significantly improved microbial removal when a conventional string mop was used (95% vs 68%) (WA Rutala, unpublished data, August 2006). The microfiber system also prevents the possibility of transferring microbes from room to room because a new microfiber pad is used in each room.

Parte superior de la página

An important issue concerning use of disinfectants for noncritical surfaces in health-care settings is that the contact time specified on the label of the product is often too long to be practically followed. The labels of most products registered by EPA for use against HBV, HIV, or M. tuberculosis specify a contact time of 10 minutes. Such a long contact time is not practical for disinfection of environmental surfaces in a health-care setting because most health-care facilities apply a disinfectant and allow it to dry (~1 minute). Multiple scientific papers have demonstrated significant microbial reduction with contact times of 30 to 60 seconds ^{46-56, 58-64}. In addition, EPA will approve a shortened contact time for any product for which the manufacturers will submit confirmatory efficacy data.

Currently, some EPA-registered disinfectants have contact times of one to three minutes. By law, users must follow all applicable label instructions for EPA-registered products. Ideally, product users should consider and use products that have the shortened contact time. However, disinfectant manufacturers also need to obtain EPA approval for shortened contact times so these products will be used correctly and effectively in the health-care environment.

Parte superior de la página

Desinfección del aire

Disinfectant spray-fog techniques for antimicrobial control in hospital rooms has been used. This technique of spraying of disinfectants is an unsatisfactory method of decontaminating air and surfaces and is not recommended for general infection control in routine patient-care areas ³⁸⁶. Disinfectant fogging is rarely, if ever, used in US healthcare facilities for air and surface disinfection in patient-care areas. Methods (eg, filtration, ultraviolet germicidal irradiation, chlorine dioxide) to reduce air contamination in the healthcare setting are discussed in another guideline ²³.

Parte superior de la página

Contaminación microbiana de desinfectantes

Contaminated disinfectants and antiseptics have been occasional vehicles of health-care infections and pseudoepidemics for more than 50 years. Published reports describing contaminated disinfectants and antiseptic solutions leading to health-care-associated infections have been summarized ⁴⁰⁴. Since this summary additional reports have been published ^405-408. An examination of reports of disinfectants contaminated with microorganisms revealed noteworthy observations. Perhaps most importantly, high-level disinfectants/liquid chemical sterilants have not been associated with outbreaks due to intrinsic or extrinsic contamination. Members of the genus Pseudomonas (eg, P. aeruginosa) are the most frequent isolates from contaminated disinfectants-recovered from 80% of contaminated products. Their ability to remain viable or grow in use-dilutions of disinfectants is unparalleled. This survival advantage for Pseudomonas results presumably from their nutritional versatility, their unique outer membrane that constitutes an effective barrier to the passage of germicides, and/or efflux systems ⁴⁰⁹. Although the concentrated solutions of the disinfectants have not been demonstrated to be contaminated at the point of manufacture, an undiluted phenolic can be contaminated by a Pseudomonas sp. during use ⁴¹⁰. In most of the reports that describe illness associated with contaminated disinfectants, the product was used to disinfect patient-care equipment, such as cystoscopes, cardiac catheters, and thermometers. Germicides used as disinfectants that were reported to have been contaminated include chlorhexidine, quaternary ammonium compounds, phenolics, and pine oil.

The following control measures should be instituted to reduce the frequency of bacterial growth in disinfectants and the threat of serious healthcare–associated infections from the use of such contaminated products ⁴⁰⁴. First, some disinfectants should not be diluted; those that are diluted must be prepared correctly to achieve the manufacturers' recommended use-dilution. Second, infection-control professionals must learn from the literature what inappropriate activities result in extrinsic contamination (ie, at the point of use) of germicides and train users to prevent recurrence. Common sources of extrinsic contamination of germicides in the reviewed literature are the water to make working dilutions, contaminated containers, and general contamination of the hospital areas where the germicides are prepared and/or used. Third, stock solutions of germicides must be stored as indicated on the product label. EPA verifies manufacturers' efficacy claims against microorganisms. These measures should provide assurance that products meeting the EPA registration requirements can achieve a certain level of antimicrobial activity when used as directed.

Parte superior de la página